Дякуємо за відвідування Nature.com. Версія браузера, яку ви використовуєте, має обмежену підтримку CSS. Для найкращого досвіду рекомендуємо використовувати оновлений браузер (або вимкнути режим сумісності в Internet Explorer). Тим часом, щоб забезпечити постійну підтримку, ми відображатимемо сайт без стилів та JavaScript.
Більшість метаболічних досліджень на мишах проводяться за кімнатної температури, хоча за цих умов, на відміну від людей, миші витрачають багато енергії на підтримку внутрішньої температури. Тут ми описуємо нормальну вагу та ожиріння, індуковане дієтою (DIO), у мишей C57BL/6J, яких годували чау-чау або дієтою з високим вмістом жиру на 45% відповідно. Мишей поміщали на 33 дні при температурі 22, 25, 27,5 та 30°C у систему непрямої калориметрії. Ми показуємо, що витрата енергії лінійно зростає від 30°C до 22°C і приблизно на 30% вища при 22°C в обох моделях мишей. У мишей з нормальною вагою споживання їжі протидіяло EE. І навпаки, у мишей DIO не спостерігалося зменшення споживання їжі при зниженні EE. Таким чином, наприкінці дослідження миші при 30°C мали вищу масу тіла, жирову масу, а також рівень гліцерину та тригліцеридів у плазмі, ніж миші при 22°C. Дисбаланс у мишей DIO може бути пов'язаний зі збільшенням споживання їжі, орієнтованої на задоволення.
Миша є найпоширенішою тваринною моделлю для вивчення фізіології та патофізіології людини, і часто є твариною за замовчуванням, яку використовують на ранніх стадіях відкриття та розробки ліків. Однак миші відрізняються від людей кількома важливими фізіологічними аспектами, і хоча алометричне масштабування може певною мірою бути використане для перенесення на людей, величезні відмінності між мишами та людьми полягають у терморегуляції та енергетичному гомеостазі. Це демонструє фундаментальну невідповідність. Середня маса тіла дорослих мишей щонайменше в тисячу разів менша, ніж у дорослих (50 г проти 50 кг), а співвідношення площі поверхні до маси відрізняється приблизно в 400 разів через нелінійне геометричне перетворення, описане Мі. Рівняння 2. В результаті миші втрачають значно більше тепла відносно свого об'єму, тому вони чутливіші до температури, більш схильні до переохолодження та мають середній базовий рівень метаболізму в десять разів вищий, ніж у людей. За стандартної кімнатної температури (~22°C) миші повинні збільшити свої загальні витрати енергії (ЗЕ) приблизно на 30%, щоб підтримувати температуру тіла. За нижчих температур ЕЕ зростає ще більше приблизно на 50% та 100% при 15 та 7°C порівняно з ЕЕ при 22°C. Таким чином, стандартні умови утримання викликають реакцію на холодовий стрес, що може поставити під загрозу перенесення результатів, отриманих у мишей, на людей, оскільки люди, які живуть у сучасних суспільствах, проводять більшу частину свого часу в термонейтральних умовах (оскільки наше нижче співвідношення площі поверхні до об'єму робить нас менш чутливими до температури, оскільки ми створюємо навколо себе термонейтральну зону (ТЗЗ). ЕЕ вище базального рівня метаболізму) охоплює діапазон від ~19 до 30°C6, тоді як у мишей вища та вужча смуга, що охоплює лише 2–4°C7,8. Фактично, цьому важливому аспекту приділяється значна увага в останні роки4, 7,8,9,10,11,12, і було висловлено припущення, що деякі «видові відмінності» можна пом'якшити, підвищивши температуру шкаралупи9. Однак немає єдиної думки щодо діапазону температур, який становить термонейтральність у мишей. Таким чином, залишається суперечливим питання, чи нижня критична температура в термонейтральному діапазоні у мишей з одним коліном ближче до 25°C чи ближче до 30°C4, 7, 8, 10, 12. ЕЕ та інші метаболічні параметри обмежуються годинами або днями, тому ступінь, до якої тривалий вплив різних температур може впливати на такі метаболічні параметри, як маса тіла, неясна. споживання, використання субстрату, толерантність до глюкози, концентрація ліпідів і глюкози в плазмі та гормони, що регулюють апетит. Крім того, необхідні подальші дослідження, щоб з'ясувати, якою мірою дієта може впливати на ці параметри (миші DIO на дієті з високим вмістом жирів можуть бути більше орієнтовані на дієту, засновану на задоволенні (гедоністичну)). Щоб надати більше інформації з цієї теми, ми дослідили вплив температури вирощування на вищезгадані метаболічні параметри у дорослих самців мишей з нормальною вагою та самців мишей з ожирінням, індукованим дієтою (DIO), на дієті з високим вмістом жирів 45%. Мишей утримували при температурі 22, 25, 27,5 або 30°C протягом щонайменше трьох тижнів. Температури нижче 22°C не досліджувалися, оскільки стандартні умови утримання тварин рідко нижчі за кімнатну температуру. Ми виявили, що миші DIO з нормальною вагою та миші з одним колом утримання реагували подібно на зміни температури в вольєрі з точки зору EE та незалежно від умов вольєру (з укриттям/матеріалом для гнізда чи без нього). Однак, хоча миші з нормальною вагою коригували споживання їжі відповідно до EE, споживання їжі мишами DIO значною мірою не залежало від EE, що призводило до збільшення ваги мишей. Згідно з даними про масу тіла, концентрації ліпідів та кетонових тіл у плазмі показали, що миші DIO при 30°C мали більш позитивний енергетичний баланс, ніж миші при 22°C. Основні причини відмінностей у балансі споживання енергії та EE між мишами з нормальною вагою та DIO потребують подальшого вивчення, але можуть бути пов'язані з патофізіологічними змінами у мишей DIO та впливом дієти на основі задоволення в результаті дієти з ожирінням.
ЕЕ лінійно зростала від 30 до 22°C і була приблизно на 30% вищою при 22°C порівняно з 30°C (рис. 1a,b). Швидкість дихального обміну (ШДО) не залежала від температури (рис. 1c,d). Споживання їжі відповідало динаміці ЕЕ та збільшувалося зі зниженням температури (також приблизно на 30% вище при 22°C порівняно з 30°C (рис. 1e,f). Споживання води. Об'єм та рівень активності не залежали від температури (рис. 1g).
Самців мишей (C57BL/6J, 20 тижнів, індивідуальне утримання, n=7) утримували в метаболічних клітках при температурі 22°C протягом одного тижня до початку дослідження. Через два дні після збору фонових даних температуру підвищували з кроком 2°C о 06:00 годині на добу (початок світлової фази). Дані представлені як середнє значення ± стандартна похибка середнього значення, а темнова фаза (18:00–06:00 год) представлена сірим прямокутником. a Витрати енергії (ккал/год), b Загальні витрати енергії за різних температур (ккал/24 год), c Швидкість дихального обміну (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Середнє значення RER у світлій та темній (VCO2/VO2) фазі (нульове значення визначається як 0,7). e кумулятивне споживання їжі (г), f загальне споживання їжі за 24 години, g загальне споживання води за 24 години (мл), h загальне споживання води за 24 години, i кумулятивний рівень активності (м) та j загальний рівень активності (м/24 год). Мишей утримували за зазначеної температури протягом 48 годин. Дані, показані для 24, 26, 28 та 30°C, стосуються останніх 24 годин кожного циклу. Мишей годували протягом усього дослідження. Статистичну значущість перевіряли за допомогою повторних вимірювань однофакторного дисперсійного аналізу (ANOVA) з подальшим тестом множинних порівнянь Тьюкі. Зірочки вказують на значущість для початкового значення 22°C, затінення вказує на значущість між іншими групами, як зазначено. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Середні значення були розраховані для всього експериментального періоду (0-192 години). n = 7.
Як і у випадку мишей з нормальною вагою, EE лінійно зростала зі зниженням температури, і в цьому випадку EE також була приблизно на 30% вищою при 22°C порівняно з 30°C (рис. 2a,b). RER не змінювався за різних температур (рис. 2c,d). На відміну від мишей з нормальною вагою, споживання їжі не узгоджувалося з EE як функцією кімнатної температури. Споживання їжі, споживання води та рівень активності не залежали від температури (рис. 2e–j).
Самців мишей лінії DIO (C57BL/6J, 20 тижнів) окремо утримували в метаболічних клітках при температурі 22°C протягом одного тижня до початку дослідження. Миші могли використовувати 45% HFD ad libitum. Після дводенної акліматизації були зібрані базові дані. Згодом температуру підвищували з кроком 2°C через день о 06:00 (початок світлової фази). Дані представлені як середнє значення ± стандартна похибка середнього значення, а темнова фаза (18:00–06:00 год) представлена сірим прямокутником. a Витрата енергії (ккал/год), b Загальна витрата енергії за різних температур (ккал/24 год), c Швидкість дихального обміну (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Середній RER у світлій та темній (VCO2/VO2) фазі (нульове значення визначається як 0,7). e кумулятивне споживання їжі (г), f загальне споживання їжі за 24 години, g загальне споживання води за 24 години (мл), h загальне споживання води за 24 години, i кумулятивний рівень активності (м) та j загальний рівень активності (м/24 год). Мишей утримували при зазначеній температурі протягом 48 годин. Дані, показані для 24, 26, 28 та 30°C, стосуються останніх 24 годин кожного циклу. Мишей утримували при 45% HFD до кінця дослідження. Статистичну значущість перевіряли шляхом повторних вимірювань однофакторного дисперсійного аналізу (ANOVA) з подальшим тестом множинного порівняння Тьюкі. Зірочки вказують на значущість для початкового значення 22°C, затінення вказує на значущість між іншими групами, як зазначено. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Середні значення були розраховані для всього експериментального періоду (0-192 години). n = 7.
В іншій серії експериментів ми досліджували вплив температури навколишнього середовища на ті ж параметри, але цього разу між групами мишей, яких постійно утримували при певній температурі. Мишей розділили на чотири групи, щоб мінімізувати статистичні зміни середнього значення та стандартного відхилення маси тіла, жиру та нормальної маси тіла (рис. 3a–c). Після 7 днів акліматизації було зафіксовано 4,5 дні електричної активності (EE). EE суттєво залежить від температури навколишнього середовища як у денний час, так і вночі (рис. 3d), і лінійно зростає зі зниженням температури від 27,5°C до 22°C (рис. 3e). Порівняно з іншими групами, RER групи 25°C був дещо знижений, і між рештою груп не було відмінностей (рис. 3f,g). Споживання їжі, паралельне схемі EE a, збільшилося приблизно на 30% при 22°C порівняно з 30°C (рис. 3h,i). Споживання води та рівень активності суттєво не відрізнялися між групами (рис. 3j,k). Вплив різних температур протягом 33 днів не призвів до відмінностей у масі тіла, м'язовій масі та жировій масі між групами (рис. 3n-s), але призвів до зменшення м'язової маси тіла приблизно на 15% порівняно з самостійно повідомленими показниками (рис. 3n-s). 3b, r, c)), а жирова маса збільшилася більш ніж у 2 рази (з ~1 г до 2–3 г, рис. 3c, t, c). На жаль, камера з температурою 30°C має помилки калібрування та не може забезпечити точні дані EE та RER.
- Маса тіла (a), м'язова маса (b) та жирова маса (c) через 8 днів (за один день до переведення на систему SABLE). d Споживання енергії (ккал/год). e Середнє споживання енергії (0–108 годин) за різних температур (ккал/24 години). f Коефіцієнт дихального обміну (RER) (VCO2/VO2). g Середнє RER (VCO2/VO2). h Загальне споживання їжі (г). i Середнє споживання їжі (г/24 години). j Загальне споживання води (мл). k Середнє споживання води (мл/24 години). l Сукупний рівень активності (мл). m Середній рівень активності (мл/24 години). n маса тіла на 18-й день, o зміна маси тіла (з -8-го до 18-го дня), p м'язова маса на 18-й день, q зміна м'язової маси (з -8-го до 18-го дня), r жирова маса на 18-й день та зміна жирової маси (з -8-го до 18-го дня). Статистичну значущість повторних вимірювань перевіряли за допомогою Oneway-ANOVA з подальшим використанням тесту множинних порівнянь Тьюкі. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Дані представлені у вигляді середнього значення + стандартна похибка середнього значення, темнова фаза (18:00-06:00 год) представлена сірими прямокутниками. Крапки на гістограмах представляють окремих мишей. Середні значення були розраховані за весь експериментальний період (0-108 годин). n = 7.
Мишей підбирали за масою тіла, м'язовою масою та жировою масою на початку дослідження (рис. 4a–c) та утримували при температурі 22, 25, 27,5 та 30°C, як і в дослідженнях з мишами нормальної ваги. При порівнянні груп мишей зв'язок між EE та температурою показав подібну лінійну залежність від температури з плином часу у тих самих мишей. Таким чином, миші, яких утримували при температурі 22°C, споживали приблизно на 30% більше енергії, ніж миші, яких утримували при 30°C (рис. 4d, e). При вивченні впливу на тварин температура не завжди впливала на RER (рис. 4f,g). Споживання їжі, споживання води та активність суттєво не зазнавали впливу температури (рис. 4h–m). Після 33 днів вирощування миші при 30°C мали значно вищу масу тіла, ніж миші при 22°C (рис. 4n). Порівняно з відповідними вихідними точками, миші, яких вирощували при 30°C, мали значно вищу масу тіла, ніж миші, яких вирощували при 22°C (середнє значення ± стандартна похибка середнього значення: рис. 4o). Відносно більший приріст ваги був зумовлений збільшенням жирової маси (рис. 4p, q), а не збільшенням м'язової маси (рис. 4r, s). Відповідно до нижчого значення EE при 30°C, експресія кількох генів BAT, які збільшують функцію/активність BAT, була знижена при 30°C порівняно з 22°C: Adra1a, Adrb3 та Prdm16. Інші ключові гени, які також збільшують функцію/активність BAT, не зазнали змін: Sema3a (регуляція росту нейритів), Tfam (мітохондріальний біогенез), Adrb1, Adra2a, Pck1 (глюконеогенез) та Cpt1a. Дивно, але Ucp1 та Vegf-a, пов'язані з підвищеною термогенною активністю, не знизилися в групі при 30°C. Фактично, рівні Ucp1 у трьох мишей були вищими, ніж у групі з температурою 22°C, а рівні Vegf-a та Adrb2 були значно підвищені. Порівняно з групою з температурою 22°C, миші, яких утримували при температурі 25°C та 27,5°C, не показали жодних змін (Додатковий Рисунок 1).
- Маса тіла (a), м'язова маса (b) та жирова маса (c) через 9 днів (за один день до переведення на систему SABLE). d Споживання енергії (EE, ккал/год). e Середнє споживання енергії (0–96 годин) за різних температур (ккал/24 години). f Коефіцієнт дихального обміну (RER, VCO2/VO2). g Середнє RER (VCO2/VO2). h Загальне споживання їжі (г). i Середнє споживання їжі (г/24 години). j Загальне споживання води (мл). k Середнє споживання води (мл/24 години). l Кумулятивний рівень активності (мл). m Середній рівень активності (мл/24 години). n Маса тіла на 23-й день (г), o Зміна маси тіла, p М'язова маса, q Зміна м'язової маси (г) на 23-й день порівняно з 9-м днем, Зміна жирової маси (г) на 23-й день, жирової маси (г) порівняно з 8-м днем, 23-й день порівняно з 8-м днем. Статистичну значущість повторних вимірювань перевіряли за допомогою Oneway-ANOVA з подальшим використанням тесту множинних порівнянь Тьюкі. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Дані представлені у вигляді середнього значення + стандартна похибка середнього значення, темнова фаза (18:00-06:00 год) представлена сірими прямокутниками. Крапки на гістограмах представляють окремих мишей. Середні значення були розраховані для всього експериментального періоду (0-96 годин). n = 7.
Як і люди, миші часто створюють мікросередовища для зменшення втрат тепла в навколишнє середовище. Щоб кількісно оцінити важливість цього середовища для EE (електричної енергетики), ми оцінили EE при 22, 25, 27,5 та 30°C, зі шкіряними захистами та матеріалом для гнізда або без них. При 22°C додавання стандартних шкір знижує EE приблизно на 4%. Подальше додавання матеріалу для гнізда знизило EE на 3–4% (рис. 5a,b). Не спостерігалося суттєвих змін у RER, споживанні їжі, споживанні води або рівнях активності при додаванні будиночків або шкір + підстилки (рис. 5i–p). Додавання шкіри та матеріалу для гнізда також значно знизило EE при 25 та 30°C, але реакції були кількісно меншими. При 27,5°C жодної різниці не спостерігалося. Примітно, що в цих експериментах EE знижувалася зі збільшенням температури, в цьому випадку приблизно на 57% нижче, ніж EE при 30°C порівняно з 22°C (рис. 5c–h). Такий самий аналіз було проведено лише для світлової фази, де EE була ближчою до базального рівня метаболізму, оскільки в цьому випадку миші здебільшого відпочивали в шкірі, що призводило до порівнянних розмірів ефекту за різних температур (Додатковий рис. 2a-h).
Дані для мишей з укриття та матеріалу для гнізда (темно-синій), дому без матеріалу для гнізда (світло-синій), а також дому та матеріалу для гнізда (помаранчевий). Споживання енергії (EE, ккал/год) для кімнат a, c, e та g при 22, 25, 27,5 та 30 °C, b, d, f та h означають EE (ккал/год). ip Дані для мишей, що утримувалися при 22°C: i частота дихання (RER, VCO2/VO2), j середнє RER (VCO2/VO2), k кумулятивне споживання їжі (г), l середнє споживання їжі (г/24 год), m загальне споживання води (мл), n середнє значення AUC споживання води (мл/24 год), o загальна активність (мл), p середній рівень активності (мл/24 год). Дані представлені як середнє значення + стандартна похибка середнього значення, темнова фаза (18:00-06:00 год) представлена сірими прямокутниками. Точки на гістограмах представляють окремих мишей. Статистичну значущість повторних вимірювань перевіряли за допомогою Oneway-ANOVA з подальшим використанням тесту множинних порівнянь Тьюкі. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Середні значення були розраховані для всього експериментального періоду (0-72 години). n = 7.
У мишей з нормальною вагою (2-3 години голодування) вирощування за різних температур не призвело до суттєвих відмінностей у плазмових концентраціях ТГ, 3-ГБ, холестерину, АЛТ та АСТ, але ЛПВЩ як функції температури. Рисунок 6a-e). Концентрації лептину, інсуліну, С-пептиду та глюкагону в плазмі натщесерце також не відрізнялися між групами (рисунки 6g–j). У день проведення тесту на толерантність до глюкози (після 31 дня при різних температурах) базовий рівень глюкози в крові (5-6 годин голодування) становив приблизно 6,5 мМ, без різниці між групами. Пероральний прийом глюкози значно підвищив концентрацію глюкози в крові у всіх групах, але як пікова концентрація, так і додаткова площа під кривими (iAUC) (15–120 хв) були нижчими у групі мишей, яких утримували при температурі 30 °C (окремі часові точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l), порівняно з мишами, яких утримували при температурі 22, 25 та 27,5 °C (які не відрізнялися між собою). Пероральний прийом глюкози значно підвищив концентрацію глюкози в крові у всіх групах, але як пікова концентрація, так і додаткова площа під кривими (iAUC) (15–120 хв) були нижчими у групі мишей, яких утримували при температурі 30 °C (окремі часові точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l), порівняно з мишами, яких утримували при температурі 22, 25 та 27,5 °C (які не відрізнялися між собою). Пероральне введення глюкози значно підвищило концентрацію глюкози в крові у всіх групах, але як пікова концентрація, так і площа приросту під кривими (iAUC) (15–120 хв) були нижчими в групі мишей, що містяться при 30 °C (окремі часові точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) у порівнянні з мишами, що містяться при 30 °C. 22, 25 і 27,5 ° C (которие не відрізнялися між собою). Пероральне введення глюкози значно підвищило концентрацію глюкози в крові в усіх групах, але як пікова концентрація, так і додаткова площа під кривими (iAUC) (15–120 хв) були нижчими в групі мишей, яких утримували при 30°C (окремі часові точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l), порівняно з мишами, яких утримували при 22, 25 та 27,5°C (які не відрізнялися одна від одної).口服葡萄糖的给药显着增加了所有组的血糖浓度，但在30 °C饲养的小鼠组中，峰值浓度和曲线下增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点：P < 0,05–P < 0,0001，图6k，l）与饲养在22、25 27,5°C 的小鼠（彼此之间没有差异）相比。口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 ，浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点 点 点: P < 0,05–P < 0,0001，图6k，l）与饲养在22、25和27.5°C 的小鼠＠(彼此之间没有差异）相比。Пероральне введення глюкози значно підвищило концентрацію глюкози в крові у всіх групах, але як пікова концентрація, так і площа під кривою (iAUC) (15–120 хв) були нижчими у групі мишей, яких годували при температурі 30°C (усі часові точки).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, рис.6l, l) порівняно з мишами, яких утримували при температурі 22, 25 та 27,5°C (без різниці між ними).
Концентрації тригліцеридів, 3-гідроксипропілгестерону, холестерину, ЛПВЩ, АЛТ, АСТ, вільних жирних кислот, гліцерину, лептину, інсуліну, С-пептиду та глюкагону в плазмі показано у дорослих самців мишей DIO(al) після 33 днів годівлі за зазначеної температури. Мишей не годували за 2-3 години до забору крові. Винятком був пероральний тест на толерантність до глюкози, який проводили за два дні до закінчення дослідження на мишах, яких голодували протягом 5-6 годин і утримували за відповідної температури протягом 31 дня. Мишам вводили 2 г/кг маси тіла. Площа під кривою (L) виражена як додаткові дані (iAUC). Дані представлені як середнє значення ± SEM. Крапки представляють окремі зразки. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
У мишей DIO (також голодували протягом 2-3 годин) концентрації холестерину, ЛПВЩ, АЛТ, АСТ та вільних жирних кислот у плазмі не відрізнялися між групами. Як ТГ, так і гліцерин були значно підвищені в групі 30°C порівняно з групою 22°C (рисунки 7a–h). Навпаки, 3-ГБ був приблизно на 25% нижчим при 30°C порівняно з 22°C (рисунок 7b). Таким чином, хоча миші, яких утримували при 22°C, мали загальний позитивний енергетичний баланс, про що свідчить збільшення ваги, відмінності в концентраціях ТГ, гліцерину та 3-ГБ у плазмі свідчать про те, що у мишей при 22°C відбір проб був меншим, ніж при 22°C. Миші, яких вирощували при 30°C, перебували у відносно більш енергетично негативному стані. Відповідно до цього, концентрації в печінці екстрагованого гліцерину та ТГ, але не глікогену та холестерину, були вищими в групі 30°C (додаткові рис. 3a-d). Щоб дослідити, чи є температурно-залежні відмінності в ліполізі (виміряні за плазмовим ТГ та гліцерином) результатом внутрішніх змін у епідидимальному або паховому жирі, ми вилучили жирову тканину з цих запасів наприкінці дослідження та кількісно визначили вміст вільних жирних кислот ex vivo та вивільнення гліцерину. У всіх експериментальних групах зразки жирової тканини з епідидимальних та пахових депо показали щонайменше двократне збільшення продукції гліцерину та ВЖК у відповідь на стимуляцію ізопротеренолом (Додатковий рис. 4a–d). Однак, впливу температури шкаралупи на базальний або стимульований ізопротеренолом ліполіз не виявлено. Відповідно до вищої маси тіла та жирової маси, рівень лептину в плазмі був значно вищим у групі 30°C, ніж у групі 22°C (Рисунок 7i). Навпаки, рівні інсуліну та С-пептиду в плазмі не відрізнялися між температурними групами (Рис. 7k, k), але глюкагон у плазмі показав залежність від температури, але в цьому випадку майже 22°C у протилежній групі було вдвічі вищим порівняно з 30°C. ВІД. Група C (рис. 7l). FGF21 не відрізнявся між групами з різною температурою (рис. 7m). У день ОГТТ базовий рівень глюкози в крові становив приблизно 10 мМ і не відрізнявся між мишами, яких утримували за різних температур (рис. 7n). Пероральне введення глюкози підвищило рівень глюкози в крові та досягло піку в усіх групах при концентрації близько 18 мМ через 15 хвилин після введення дози. Не було виявлено суттєвих відмінностей в iAUC (15–120 хв) та концентраціях у різні моменти часу після введення дози (15, 30, 60, 90 та 120 хв) (рис. 7n, o).
Концентрації у плазмі ТГ, 3-ГБ, холестерину, ЛПВЩ, АЛТ, АСТ, ВЖК, гліцерину, лептину, інсуліну, С-пептиду, глюкагону та FGF21 були показані у дорослих самців мишей DIO (ao) після 33 днів годування за заданої температури. Мишей не годували за 2-3 години до забору крові. Пероральний тест на толерантність до глюкози був винятком, оскільки його проводили в дозі 2 г/кг маси тіла за два дні до закінчення дослідження на мишах, яких не годували протягом 5-6 годин і утримували при відповідній температурі протягом 31 дня. Дані площі під кривою (o) показані як додаткові дані (iAUC). Дані представлені як середнє значення ± SEM. Крапки представляють окремі зразки. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Перенесення даних гризунів на людей є складним питанням, яке відіграє центральну роль в інтерпретації важливості спостережень у контексті фізіологічних та фармакологічних досліджень. З економічних причин та для полегшення досліджень мишей часто тримають при кімнатній температурі нижче їхньої термонейтральної зони, що призводить до активації різних компенсаторних фізіологічних систем, які збільшують швидкість метаболізму та потенційно погіршують здатність до перенесення9. Таким чином, вплив холоду на мишей може зробити їх стійкими до ожиріння, викликаного дієтою, та може запобігти гіперглікемії у щурів, яких отримували стрептозотоцин, через посилений неінсулінозалежний транспорт глюкози. Однак незрозуміло, якою мірою тривалий вплив різних відповідних температур (від кімнатної до термонейтральної) впливає на різний енергетичний гомеостаз мишей з нормальною вагою (на їжі) та мишей з неінсулінозалежною вагою (на високопродуктивній дієті) та метаболічні параметри, а також наскільки вони змогли збалансувати збільшення EE зі збільшенням споживання їжі. Дослідження, представлене в цій статті, має на меті внести певну ясність у цю тему.
Ми показуємо, що у дорослих мишей з нормальною вагою та самців мишей DIO, EE обернено пропорційна температурі в кімнаті від 22 до 30°C. Таким чином, EE при 22°C була приблизно на 30% вищою, ніж при 30°C в обох моделях мишей. Однак важлива відмінність між мишами з нормальною вагою та мишами DIO полягає в тому, що, хоча миші з нормальною вагою досягали EE при нижчих температурах шляхом відповідного коригування споживання їжі, споживання їжі мишами DIO варіювалося на різних рівнях. Температури дослідження були подібними. Через один місяць миші DIO, яких утримували при 30°C, набрали більше маси тіла та жирової маси, ніж миші, яких утримували при 22°C, тоді як у здорових людей, яких утримували при тій самій температурі та протягом того ж періоду часу, це не призвело до лихоманки. Різниця у масі тіла, що залежить від ваги мишей. Порівняно з температурами, близькими до термонейтральної або кімнатної температури, ріст при кімнатній температурі призвів до того, що миші DIO або миші з нормальною вагою на дієті з високим вмістом жирів, але не миші з нормальною вагою, набирали відносно меншу вагу. Підтверджено іншими дослідженнями17,18,19,20,21, але не всіма22,23.
Здатність створювати мікросередовище для зменшення тепловтрат, як передбачається, зміщує термонейтральність ліворуч8, 12. У нашому дослідженні як додавання матеріалу для гнізда, так і приховування знизили електричну енергію (EE), але не призвели до термонейтральності до 28°C. Таким чином, наші дані не підтверджують, що нижня точка термонейтральності у дорослих мишей з одним коліном, з або без збагачених середовищем будиночків, повинна становити 26-28°C, як показано8,12, але це підтверджує інші дослідження, які показують термонейтральність. температури 30°C у мишей з низькою точкою7, 10, 24. Ситуацію ускладнює те, що було показано, що термонейтральна точка у мишей не є статичною протягом дня, оскільки вона нижча під час фази спокою (світла), можливо, через зниження виробництва калорій в результаті активності та термогенезу, індукованого дієтою. Таким чином, у світловій фазі нижня точка термонейтральності виявляється ~29°С, а в темній фазі ~33°С25.
Зрештою, зв'язок між температурою навколишнього середовища та загальним споживанням енергії визначається тепловіддачею. У цьому контексті співвідношення площі поверхні до об'єму є важливим фактором теплової чутливості, впливаючи як на тепловіддачу (площу поверхні), так і на теплоутворення (об'єм). Окрім площі поверхні, теплопередача також визначається ізоляцією (швидкістю теплопередачі). У людей жирова маса може зменшувати втрати тепла, створюючи ізоляційний бар'єр навколо оболонки тіла, і було висловлено припущення, що жирова маса також важлива для теплоізоляції у мишей, знижуючи термонейтральну точку та зменшуючи температурну чутливість нижче термонейтральної точки (нахил кривої). Наше дослідження не було розроблено для безпосередньої оцінки цього передбачуваного зв'язку, оскільки дані про склад тіла були зібрані за 9 днів до збору даних про витрати енергії, і оскільки жирова маса не була стабільною протягом усього дослідження. Однак, оскільки миші з нормальною вагою та DIO мають на 30% нижчу EE при 30°C, ніж при 22°C, незважаючи на щонайменше 5-кратну різницю в жировій масі, наші дані не підтверджують, що ожиріння повинно забезпечувати базову ізоляцію. Це узгоджується з іншими дослідженнями, краще розробленими для вивчення цього питання4,24. У цих дослідженнях ізолюючий ефект ожиріння був невеликим, але було виявлено, що хутро забезпечує 30-50% загальної теплоізоляції4,24. Однак у мертвих мишей теплопровідність збільшилася приблизно на 450% одразу після смерті, що свідчить про те, що ізолюючий ефект хутра необхідний для роботи фізіологічних механізмів, включаючи вазоконстрикцію. Окрім видових відмінностей у хутрі між мишами та людьми, на поганий ізолюючий ефект ожиріння у мишей також можуть впливати такі міркування: Ізоляційний фактор маси жиру людини в основному опосередковується масою (товщиною) підшкірного жиру26,27. Як правило, у гризунів менше 20% від загальної кількості тваринного жиру28. Крім того, загальна маса жиру може навіть не бути неоптимальним показником теплоізоляції людини, оскільки стверджується, що покращена теплоізоляція компенсується неминучим збільшенням площі поверхні (і, отже, збільшенням тепловтрат) зі збільшенням маси жиру.
У мишей з нормальною вагою концентрації тригліцеридів, 3-гідроксипропіленглікозу, холестерину, ЛПВЩ, АЛТ та АСТ у плазмі натщесерце не змінювалися за різних температур протягом майже 5 тижнів, ймовірно, тому, що миші перебували в однаковому стані енергетичного балансу. Вони були однаковими за вагою та складом тіла, як і наприкінці дослідження. Відповідно до подібності жирової маси, також не було виявлено відмінностей у рівнях лептину в плазмі, а також в рівнях інсуліну, С-пептиду та глюкагону натщесерце. Більше сигналів було виявлено у мишей DIO. Хоча миші при 22°C також не мали загального негативного енергетичного балансу в цьому стані (оскільки вони набирали вагу), наприкінці дослідження вони мали відносно більший дефіцит енергії порівняно з мишами, яких вирощували при 30°C, в таких умовах, як високий рівень вироблення кетонів організмом (3-гідроксипропіленгліколь) та зниження концентрації гліцерину та тригліцеридів у плазмі. Однак, температурно-залежні відмінності в ліполізі, схоже, не є результатом внутрішніх змін в епідидимальному або паховому жирі, таких як зміни в експресії адипогормон-чутливої ліпази, оскільки ВЖК та гліцерин, що вивільняються з жиру, екстрагованого з цих депо, знаходяться між... Температурні групи подібні одна до одної. Хоча ми не досліджували симпатичний тонус у цьому дослідженні, інші виявили, що він (на основі частоти серцевих скорочень та середнього артеріального тиску) лінійно пов'язаний з температурою навколишнього середовища у мишей і приблизно нижчий при 30°C, ніж при 22°C (20% C). Таким чином, температурно-залежні відмінності в симпатичному тонусі можуть відігравати певну роль у ліполізі в нашому дослідженні, але оскільки підвищення симпатичного тонусу стимулює, а не пригнічує ліполіз, інші механізми можуть протидіяти цьому зниженню у культивованих мишей. Потенційна роль у розщепленні жирових відкладень. Кімнатна температура. Крім того, частина стимулюючого ефекту симпатичного тонусу на ліполіз опосередковано опосередковується сильним пригніченням секреції інсуліну, що підкреслює вплив добавок, що переривають інсулін, на ліполіз30, але в нашому дослідженні рівня інсуліну в плазмі натщесерце та симпатичного тонусу С-пептиду за різних температур було недостатньо для зміни ліполізу. Натомість ми виявили, що відмінності в енергетичному статусі, найімовірніше, були основним фактором, що сприяли цим відмінностям у мишей DIO. Основні причини, що призводять до кращої регуляції споживання їжі за допомогою EE у мишей з нормальною вагою, потребують подальшого вивчення. Однак загалом споживання їжі контролюється гомеостатичними та гедоністичними сигналами31,32,33. Хоча існують дискусії щодо того, який із двох сигналів є кількісно важливішим31,32,33, добре відомо, що тривале споживання їжі з високим вмістом жиру призводить до харчової поведінки, що більше орієнтована на задоволення, що певною мірою не пов'язане з гомеостазом. – регульоване споживання їжі34,35,36. Отже, підвищена гедоністична харчова поведінка мишей DIO, яких отримували 45% HFD, може бути однією з причин, чому ці миші не збалансували споживання їжі з EE. Цікаво, що відмінності в апетиті та гормонах, що регулюють рівень глюкози в крові, також спостерігалися у мишей DIO з контрольованою температурою, але не у мишей з нормальною вагою. У мишей DIO рівень лептину в плазмі збільшувався з температурою, а рівень глюкагону знижувався з температурою. Ступінь, до якої температура може безпосередньо впливати на ці відмінності, заслуговує на подальше вивчення, але у випадку лептину відносний негативний енергетичний баланс і, отже, нижча жирова маса у мишей при 22°C, безумовно, відігравали важливу роль, оскільки жирова маса та лептин плазми тісно корелюють37. Однак інтерпретація сигналу глюкагону є більш загадковою. Як і у випадку з інсуліном, секреція глюкагону сильно пригнічувалася підвищенням симпатичного тонусу, але найвищий симпатичний тонус, як передбачалося, був у групі з температурою 22°C, яка мала найвищі концентрації глюкагону в плазмі. Інсулін є ще одним сильним регулятором глюкагону в плазмі, а інсулінорезистентність та діабет 2 типу тісно пов'язані з гіперглюкагонемією натщесерце та після прийому їжі 38,39. Однак миші DIO в нашому дослідженні також були нечутливими до інсуліну, тому це також не могло бути основним фактором збільшення сигналізації глюкагону в групі 22°C. Вміст жиру в печінці також позитивно пов'язаний зі збільшенням концентрації глюкагону в плазмі, механізми якого, у свою чергу, можуть включати резистентність до глюкагону в печінці, зниження вироблення сечовини, збільшення концентрації амінокислот у крові та збільшення секреції глюкагону, стимульованої амінокислотами 40,41,42. Однак, оскільки екстраговані концентрації гліцерину та TG не відрізнялися між температурними групами в нашому дослідженні, це також не могло бути потенційним фактором збільшення концентрації в плазмі в групі 22°C. Трийодтиронін (Т3) відіграє вирішальну роль у загальній швидкості метаболізму та ініціації метаболічного захисту від гіпотермії 43,44. Таким чином, концентрація Т3 у плазмі, можливо, контрольована центрально опосередкованими механізмами,45,46 збільшується як у мишей, так і у людей за менш термонейтральних умов47, хоча збільшення у людей менше, що більш схильні до мишей. Це узгоджується з втратою тепла в навколишнє середовище. У цьому дослідженні ми не вимірювали концентрації Т3 у плазмі, але концентрації могли бути нижчими в групі з температурою 30°C, що може пояснити вплив цієї групи на рівень глюкагону в плазмі, оскільки ми (оновлений рисунок 5a) та інші показали, що Т3 збільшує рівень глюкагону в плазмі дозозалежним чином. Повідомлялося, що гормони щитовидної залози індукують експресію FGF21 у печінці. Як і глюкагон, концентрації FGF21 у плазмі також збільшувалися зі збільшенням концентрацій Т3 у плазмі (додатковий рисунок 5b та посилання 48), але порівняно з глюкагоном, концентрації FGF21 у плазмі в нашому дослідженні не залежали від температури. Основні причини цієї розбіжності потребують подальшого вивчення, але індукція FGF21, зумовлена T3, повинна відбуватися при вищих рівнях експозиції T3 порівняно зі спостережуваною глюкагоновою реакцією, зумовленою T3 (Додатковий рис. 5b).
Було показано, що HFD тісно пов'язаний з порушенням толерантності до глюкози та інсулінорезистентністю (маркери) у мишей, вирощених при температурі 22°C. Однак, HFD не був пов'язаний ні з порушенням толерантності до глюкози, ні з інсулінорезистентністю при вирощуванні в термонейтральному середовищі (визначеному тут як 28°C)19. У нашому дослідженні цей зв'язок не був відтворений у мишей DIO, але миші з нормальною вагою, яких утримували при 30°C, значно покращили толерантність до глюкози. Причина цієї різниці потребує подальшого вивчення, але може бути пов'язана з тим, що миші DIO в нашому дослідженні були інсулінорезистентними, з концентрацією С-пептиду в плазмі натщесерце та концентрацією інсуліну в 12-20 разів вищою, ніж у мишей з нормальною вагою, а також з концентрацією глюкози в крові натщесерце близько 10 мМ (близько 6 мМ при нормальній масі тіла), що, здається, залишає невелике вікно для будь-якого потенційного корисного впливу впливу термонейтральних умов на покращення толерантності до глюкози. Можливим фактором, що спантеличує, є те, що з практичних причин ПГТТ проводиться при кімнатній температурі. Таким чином, миші, що утримувалися при вищих температурах, зазнали легкого холодового шоку, який може впливати на абсорбцію/кліренс глюкози. Однак, виходячи з подібної концентрації глюкози в крові натщесерце в різних температурних групах, зміни температури навколишнього середовища могли не суттєво вплинути на результати.
Як згадувалося раніше, нещодавно було підкреслено, що підвищення кімнатної температури може послабити деякі реакції на холодовий стрес, що може поставити під сумнів перенесення даних, отриманих на мишах, на людей. Однак незрозуміло, яка оптимальна температура для утримання мишей, щоб імітувати фізіологію людини. На відповідь на це питання також може вплинути галузь дослідження та кінцева точка, що вивчається. Прикладом цього є вплив дієти на накопичення жиру в печінці, толерантність до глюкози та інсулінорезистентність19. Що стосується витрат енергії, деякі дослідники вважають, що термонейтральність є оптимальною температурою для вирощування, оскільки людям потрібно мало додаткової енергії для підтримки температури тіла, і вони визначають температуру одного кола для дорослих мишей як 30°C7,10. Інші дослідники вважають, що температура, порівнянна з тим, яку люди зазвичай відчувають, коли дорослі миші стоять на одному коліні, становить 23-25°C, оскільки вони виявили, що термонейтральність становить 26-28°C, а виходячи з того, що у людей вона приблизно на 3°C нижча. Їхня нижча критична температура, визначена тут як 23°C, трохи перевищує 8,12. Наше дослідження узгоджується з кількома іншими дослідженнями, які стверджують, що термонейтральність не досягається при 26-28°C4, 7, 10, 11, 24, 25, що вказує на те, що 23-25°C є занадто низькою температурою. Ще одним важливим фактором, який слід враховувати щодо кімнатної температури та термонейтральності у мишей, є поодиноке або групове утримання. Коли мишей розміщували групами, а не окремо, як у нашому дослідженні, температурна чутливість знижувалася, можливо, через скупченість тварин. Однак кімнатна температура все ще була нижчою за LTL 25, коли використовували три групи. Мабуть, найважливішою міжвидовою відмінністю в цьому відношенні є кількісне значення активності BAT як захисту від гіпотермії. Таким чином, хоча миші значною мірою компенсували свою вищу втрату калорій за рахунок збільшення активності BAT, яка становить понад 60% EE лише при 5°C,51,52 внесок активності BAT людини в EE був значно вищим, набагато меншим. Отже, зниження активності BAT може бути важливим способом збільшення людської трансляції. Регуляція активності BAT є складною, але часто опосередковується комбінованим впливом адренергічної стимуляції, гормонів щитовидної залози та експресії UCP114,54,55,56,57. Наші дані вказують на те, що для виявлення відмінностей в експресії генів BAT, відповідальних за функцію/активацію, температуру необхідно підвищити вище 27,5°C порівняно з мишами при 22°C. Однак відмінності, виявлені між групами при 30 та 22°C, не завжди вказували на збільшення активності BAT у групі при 22°C, оскільки Ucp1, Adrb2 та Vegf-a були знижені в групі при 22°C. Першопричину цих неочікуваних результатів ще належить визначити. Одна з можливостей полягає в тому, що їх підвищена експресія може не відображати сигнал підвищеної кімнатної температури, а радше гострий ефект переміщення їх з 30°C до 22°C у день видалення (миші відчували це за 5-10 хвилин до зльоту).
Загальним обмеженням нашого дослідження є те, що ми вивчали лише самців мишей. Інші дослідження показують, що стать може бути важливим фактором у наших основних показаннях, оскільки самки мишей з одним коліном чутливіші до температури через вищу теплопровідність та підтримку більш чітко контрольованої температури ядра. Крім того, самки мишей (на високочастотному харчуванні) показали більший зв'язок споживання енергії з EE при 30 °C порівняно з самцями мишей, які споживали більше мишей однієї статі (20 °C у цьому випадку)20. Таким чином, у самок мишей ефект субтермонетрального вмісту вищий, але має таку ж закономірність, як і у самців мишей. У нашому дослідженні ми зосередилися на самцях мишей з одним коліном, оскільки це умови, за яких проводиться більшість метаболічних досліджень, що вивчають EE. Ще одним обмеженням нашого дослідження було те, що миші перебували на однаковому раціоні протягом усього дослідження, що перешкоджало вивченню важливості кімнатної температури для метаболічної гнучкості (виміряної за змінами RER для змін у раціоні різних макронутрієнтів).
На завершення, наше дослідження показує, що, як і в інших дослідженнях, миші з нормальною вагою першого кола є термонейтральними при температурі вище прогнозованих 27,5°C. Крім того, наше дослідження показує, що ожиріння не є основним ізоляційним фактором у мишей з нормальною вагою або DIO, що призводить до подібного співвідношення температура:EE у мишей DIO та мишей з нормальною вагою. Хоча споживання їжі мишами з нормальною вагою відповідало EE і, таким чином, підтримувало стабільну масу тіла протягом усього діапазону температур, споживання їжі мишами DIO було однаковим при різних температурах, що призвело до більшого співвідношення при 30°C, а при 22°C миші набирали більше маси тіла. Загалом, систематичні дослідження, що вивчають потенційну важливість життя при температурах нижче термонейтральних, є виправданими через часто спостережувану погану переносимість у дослідженнях на мишах та людях. Наприклад, у дослідженнях ожиріння часткове пояснення загалом гіршої переносимості може бути пов'язане з тим, що дослідження втрати ваги на мишах зазвичай проводяться на тваринах, які зазнали помірного холодового стресу та утримувалися при кімнатній температурі через їх підвищену EE. Перебільшена втрата ваги порівняно з очікуваною масою тіла людини, зокрема, якщо механізм дії залежить від збільшення EE шляхом збільшення активності BAP, який є більш активним та активується за кімнатної температури, ніж за 30°C.
Відповідно до Закону Данії про експерименти на тваринах (1987 р.) та Національних інститутів охорони здоров'я (публікування № 85-23) і Європейської конвенції про захист хребетних тварин, що використовуються для експериментальних та інших наукових цілей (Рада Європи № 123, Страсбург, 1985 р.).
Двадцятитижневих самців мишей лінії C57BL/6J було отримано від Janvier Saint Berthevin Cedex, Франція, і їм давали стандартний корм ad libitum (Altromin 1324) та воду (~22°C) після 12:12-годинного циклу світло:темрява за кімнатної температури. Самців мишей DIO (20 тижнів) було отримано від того ж постачальника і їм надавали ad libitum доступ до дієти з високим вмістом жиру 45% (кат. № D12451, Research Diet Inc., Нью-Джерсі, США) та води за умов вирощування. Мишей адаптували до навколишнього середовища за тиждень до початку дослідження. За два дні до переведення на систему непрямої калориметрії мишей зважували, піддавали МРТ-скануванню (EchoMRI™, Техас, США) та розділяли на чотири групи відповідно до маси тіла, вмісту жиру та нормальної маси тіла.
Графічна схема дослідження показана на рисунку 8. Мишей перевели до закритої системи непрямої калориметрії з контрольованою температурою в Sable Systems Internationals (Невада, США), яка включала монітори якості їжі та води та рамку Promethion BZ1, що реєструвала рівні активності шляхом вимірювання розривів променя. XYZ. Мишей (n = 8) розміщували окремо при температурі 22, 25, 27,5 або 30°C з використанням підстилки, але без укриття та матеріалу для гнізда, з 12:12-годинним циклом світло:темрява (світло: 06:00–18:00). 2500 мл/хв. Мишей акліматизували протягом 7 днів до реєстрації. Записи збирали чотири дні поспіль. Після цього мишей утримували при відповідних температурах 25, 27,5 та 30°C протягом додаткових 12 днів, після чого додавали клітинні концентрати, як описано нижче. Тим часом групи мишей, яких утримували при температурі 22°C, тримали при цій температурі ще два дні (для збору нових базових даних), а потім температуру підвищували з кроком 2°C через день на початку світлової фази (06:00), доки не досягли 30°C. Після цього температуру знижували до 22°C і збирали дані ще два дні. Після двох додаткових днів запису при 22°C до всіх комірок за всіх температур додавали шкурки, і збір даних починали на другий день (17-й день) і протягом трьох днів. Після цього (20-й день) до всіх комірок на початку світлового циклу (06:00) додавали матеріал для гніздування (8-10 г) і збирали дані ще три дні. Таким чином, наприкінці дослідження мишей, яких утримували при 22°C, тримали при цій температурі протягом 21/33 днів і при 22°C протягом останніх 8 днів, тоді як мишей при інших температурах тримали при цій температурі протягом 33 днів / 33 днів. Мишей годували протягом періоду дослідження.
Миші з нормальною вагою та миші з нестабільною кількістю втрат (DIO) пройшли ті ж самі процедури дослідження. На -9-й день мишей зважили, зробили МРТ-сканування та розділили на групи, порівнянні за масою тіла та складом тіла. На -7-й день мишей перевели до закритої системи непрямої калориметрії з контрольованою температурою виробництва SABLE Systems International (Невада, США). Мишей розміщували окремо з підстилкою, але без матеріалів для гнізд або укриття. Температура встановлювалася на рівні 22, 25, 27,5 або 30 °C. Після одного тижня акліматизації (з -7 по 0 день тварин не турбували) дані збирали протягом чотирьох послідовних днів (дні 0-4, дані показано на Рис. 1, 2, 5). Після цього мишей, яких утримували при температурі 25, 27,5 та 30 °C, утримували в постійних умовах до 17-го дня. Водночас температуру в групі 22°C підвищували з інтервалом у 2°C через день, коригуючи температурний цикл (06:00 год) на початку світлового впливу (дані показані на рис. 1). На 15-й день температура знизилася до 22°C, і було зібрано два дні даних для отримання базових даних для подальшого лікування. Шкірки додавали всім мишам на 17-й день, а матеріал для гнізд додавали на 20-й день (рис. 5). На 23-й день мишей зважували та піддавали МРТ-скануванню, а потім залишали у спокої на 24 години. На 24-й день мишей голодували з початку фотоперіоду (06:00) та отримували ОГТТ (2 г/кг) о 12:00 (6-7 годин голодування). Після цього мишей повертали до відповідних умов SABLE та евтаназували на другий день (25-й день).
Миші DIO (n = 8) дотримувалися того ж протоколу, що й миші з нормальною вагою (як описано вище та на рисунку 8). Миші підтримували 45% HFD протягом усього експерименту з витратою енергії.
VO2 та VCO2, а також тиск водяної пари реєстрували з частотою 1 Гц з постійною часу комірки 2,5 хв. Дані про споживання їжі та води збирали шляхом безперервного запису (1 Гц) ваги відер з їжею та водою. Використаний монітор якості показував роздільну здатність 0,002 г. Рівні активності реєстрували за допомогою 3D XYZ-монітора з променевою матрицею, дані збирали з внутрішньою роздільною здатністю 240 Гц та повідомляли щосекунди для кількісного визначення загальної пройденої відстані (м) з ефективною просторовою роздільною здатністю 0,25 см. Дані обробляли за допомогою Sable Systems Macro Interpreter версії 2.41, розраховуючи EE та RER та фільтруючи викиди (наприклад, помилкові події прийому їжі). Макроінтерпретатор налаштовано на виведення даних для всіх параметрів кожні п'ять хвилин.
Окрім регулювання ЕЕ, температура навколишнього середовища може також регулювати інші аспекти метаболізму, включаючи постпрандіальний метаболізм глюкози, шляхом регулювання секреції гормонів, що метаболізують глюкозу. Щоб перевірити цю гіпотезу, ми нарешті завершили дослідження температури тіла, провокуючи мишей з нормальною вагою пероральним навантаженням глюкозою DIO (2 г/кг). Методи детально описані в додаткових матеріалах.
В кінці дослідження (25-й день) мишей не їли протягом 2-3 годин (починаючи з 06:00), анестезували ізофлураном та повністю знекровлювали шляхом ретроорбітальної венепункції. Кількісне визначення ліпідів плазми та гормонів, а також ліпідів у печінці описано в додаткових матеріалах.
Щоб дослідити, чи температура панцира викликає внутрішні зміни в жировій тканині, що впливають на ліполіз, пахову та епідидимальну жирову тканину видаляли безпосередньо з мишей після останньої стадії кровотечі. Тканини обробляли за допомогою нещодавно розробленого аналізу ліполізу ex vivo, описаного в Додаткових методах.
Буру жирову тканину (БЖТ) збирали в день закінчення дослідження та обробляли, як описано в додаткових методах.
Дані представлені у вигляді середнього значення ± SEM. Графіки були створені в GraphPad Prism 9 (Ла-Хойя, Каліфорнія), а графіка відредагована в Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, Сан-Хосе, Каліфорнія). Статистичну значущість оцінювали в GraphPad Prism та перевіряли за допомогою парного t-критерію, однофакторного/двофакторного дисперсійного аналізу з повторними вимірюваннями та тестом множинних порівнянь Тьюкі, або непарного однофакторного дисперсійного аналізу з подальшим тестом множинних порівнянь Тьюкі, за потреби. Гауссів розподіл даних був перевірений за допомогою тесту нормальності Д'Агостіно-Пірсона перед тестуванням. Розмір вибірки вказаний у відповідному розділі розділу «Результати», а також у легенді. Повторення визначається як будь-яке вимірювання, проведене на одній і тій самій тварині (in vivo або на зразку тканини). Що стосується відтворюваності даних, зв'язок між витратами енергії та температурою корпусу був продемонстрований у чотирьох незалежних дослідженнях з використанням різних мишей з подібним дизайном дослідження.
Детальні експериментальні протоколи, матеріали та необроблені дані доступні за обґрунтованим запитом від провідного автора Руне Е. Кухре. Це дослідження не призвело до створення нових унікальних реагентів, трансгенних тварин/клітинних ліній або даних секвенування.
Для отримання додаткової інформації про дизайн дослідження див. анотацію до звіту про дослідження природи, посилання на яку наведено в цій статті.
Всі дані утворюють графік. 1-7 були розміщені в репозиторії бази даних Science, номер доступу: 1253.11.sciencedb.02284 або https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284. Дані, показані в ESM, можуть бути надіслані Руне Е. Кухре після належного тестування.
Нільссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. та Танг-Крістенсен, М. Лабораторні тварини як сурогатні моделі ожиріння у людей. Нільссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. та Танг-Крістенсен, М. Лабораторні тварини як сурогатні моделі ожиріння у людей.Нільссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. та Танг-Крістенсен М. Лабораторні тварини як сурогатні моделі ожиріння у людей. Нільссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. та Тан-Крістенсен М. 实验动物作为人类肥胖的替代模型。 Нільссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. та Танг-Крістенсен, М. Експериментальні тварини як замінник людини.Нільссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. та Танг-Крістенсен М. Лабораторні тварини як сурогатні моделі ожиріння у людей.Acta Pharmacology. злочинність 33, 173–181 (2012).
Гілпін, Д.А. Розрахунок нової константи Мі та експериментальне визначення розміру опіку. Burns 22, 607–611 (1996).
Гордон, С. Дж. Терморегуляторна система миші: її значення для передачі біомедичних даних людині. Фізіологія. Поведінка. 179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Відсутність ізоляційного ефекту ожиріння. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Відсутність ізоляційного ефекту ожиріння.Фішер А. В., Чікаш Р. І., фон Ессен Г., Кеннон Б. і Недергаард Дж. Відсутність ефекту ізоляції від ожиріння. Фішер, AW, Csikasz, RI, фон Ессен, G., Кеннон, B. & Nedergaard, J. 肥胖没有绝缘作用。 Фішер, AW, Csikasz, RI, фон Ессен, G., Кеннон, B. & Nedergaard, J. Фішер, AW, Csikasz, RI, фон Ессен, G., Кеннон, B. & Nedergaard, J. Ожиріння не має ізолюючого ефекту. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Ожиріння не має ізолюючого ефекту.Так. Журнал фізіології. ендокринний. метаболізм. 311, E202–E213 (2016).
Лі, П. та ін. Температурно-адаптована бура жирова тканина модулює чутливість до інсуліну. Діабетик 63, 3686–3698 (2014).
Накхон, К.Дж. та ін. Нижча критична температура та термогенез, індукований холодом, мали обернену залежність від маси тіла та базового рівня метаболізму у худих та надмірно вагомих людей. J. Warmly. biology. 69, 238–248 (2017).
Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. Оптимальна температура утримання мишей для імітації теплового середовища людини: експериментальне дослідження. Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. Оптимальна температура утримання мишей для імітації теплового середовища людини: експериментальне дослідження.Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. Оптимальна температура в приміщенні для мишей, що імітує теплове середовище людини: експериментальне дослідження. Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. 小鼠模拟人类热环境的最佳住房温度：一项实验研究。 Фішер, А. В., Кеннон, Б. і Недергаард, Дж.Фішер А.В., Кеннон Б. та Недергаард Дж. Оптимальна температура утримання мишей, що імітує теплове середовище людини: експериментальне дослідження.Мур. метаболізм. 7, 161–170 (2018).
Кейєр, Дж., Лі, М. та Спікман, Дж. Р. Яка найкраща температура в житлі для перенесення експериментів на мишах на людей? Кейєр, Дж., Лі, М. та Спікман, Дж. Р. Яка найкраща температура в житлі для перенесення експериментів на мишах на людей?Кієр Дж., Лі М. та Спікман Дж. Р. Яка найкраща кімнатна температура для перенесення експериментів з мишами на людей? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR 将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？ Keijer, J., Li, M. & Speakman, JRКієр Дж., Лі М. та Спікман Дж. Р. Яка оптимальна температура оболонки для перенесення експериментів з мишей на людину?Мур. метаболізм. 25, 168–176 (2019).
Сілі, Р. Дж. та Макдугалд, О. А. Миші як експериментальні моделі фізіології людини: коли кілька градусів температури житла мають значення. Сілі, Р. Дж. та Макдугалд, О. А. Миші як експериментальні моделі фізіології людини: коли кілька градусів температури житла мають значення. Seeley, RJ & MacDougald, OA Миші як експериментальні моделі для фізіології людини: коли градуси в житлі мають значення. Сілі, Р. Дж. та Макдугалд, О. А. Миші як експериментальні моделі фізіології людини: коли кілька градусів у помешканні мають значення. Seeley, RJ & MacDougald, OA 小鼠作为人类生理学的实验模型：当几度的住房温度很重要时。 Сілі, Р. Дж. та Макдугалд, О. А. Миші Seeley, RJ & MacDougald, OA як кілька експериментальних фізіологічних моделей людини: коли градуси температури в приміщенні мають значення. Сілі, Р. Дж. та Макдугалд, О. А. Миші як експериментальна модель фізіології людини: коли кілька градусів кімнатної температури мають значення.Національний метаболізм. 3, 443–445 (2021).
Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. Відповідь на питання «Яка найкраща температура житла для перенесення експериментів на мишах на людей?» Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. Відповідь на питання «Яка найкраща температура житла для перенесення експериментів на мишах на людей?» Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. Відповідь на питання «Яка найкраща кімнатна температура для перенесення експериментів на мишах людям?» Фішер, А. В., Кеннон, Б. та Недергаард, Дж. 问题的答案“将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？” Фішер, А. В., Кеннон, Б. і Недергаард, Дж.Фішер А.В., Кеннон Б. та Недергаард Дж. Відповіді на питання «Яка оптимальна температура оболонки для перенесення експериментів з мишей на людей?»Так: термонейтральний. Мур. метаболізм. 26, 1-3 (2019).
Час публікації: 28 жовтня 2022 р.
